Les bureaux d'étude en hydrobiologie identifient les invertébrés aquatiques au genre ou à la famille, afin de calculer des indices biologiques. Depuis les débuts d’Aquabio, nous avons cherché à identifier à l'espèce tous les groupes d’invertébrés aquatiques. Cette expertise nous permet d'améliorer les connaissances sur la biodiversité et mieux répondre à certaines études d'impact ou d'évaluation de mesures de gestion.

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Nouveaux critères d'identification de Naucoris maculatus et Ilyocoris cimicoides. Extrait de Labat, 2017. Photographies F. Labat.

Réaliser des analyses hydrobiologiques à des niveaux taxonomiques standardisés (principalement au genre ou à la famille) requiert des compétences taxonomiques importantes. Chez Aquabio, une formation des nouveaux arrivants sur une centaine d’analyses est ainsi généralement nécessaire pour assurer des identifications de qualité. Ces niveaux standardisés permettent de calculer les indicateurs nationaux ou de travailler sur des approches fonctionnelles, mais répondent parfois mal à certaines problématiques,  notamment patrimoniales ou hydromorphologiques (LABAT et al. in prep.).

Depuis les débuts d’Aquabio, nous nous sommes engagés dans l’acquisition de compétences taxonomiques sur tous les groupes d’invertébrés aquatiques, y compris leurs imagos terrestres.

Depuis 2016, nous pouvons identifier tous les groupes d’invertébrés aussi précisément que la littérature le permet, y compris des groupes très peu étudiés comme les Hydracariens ou les Diptères (probablement les 2 groupes les plus diversifiés dans les écosystèmes aquatiques, et qui peuvent apporter un grand nombre d’informations sur le fonctionnement de ces écosystèmes).

Aquabio contribue ainsi à la connaissance de groupes faunistiques souvent peu étudiés. De nombreux inventaires bénévoles ou études reposant sur ces compétences ont à ce jour fait l’objet de publications dans des revues scientifiques nationales ou internationales.

Notre premier article signalait la redécouverte en France de l’Ephéméroptère Neoephemera maxima Joly, présent uniquement sur la Leyre (FONTAN et al, 1999). Depuis, 15 autres articles ont paru, dont 4 en 2019 : (1) sur les invertébrés aquatiques de Hong Kong (LABAT 2019a) , (2) sur les Hétéroptères aquatiques d’Aragon avec l’association ZICRONA (ELDER et al., 2019),  (3) un inventaire des coléoptères aquatiques de la rivière Dordogne accompagnée d’une analyse de la répartition nationale et des exigences écologiques de quelques espèces (LABAT, 2019a), et enfin (4) grâce à notre méthode d’évaluation des plans d’eau BECOME, dix nouvelles localités d’un Trichoptère rarissime, Tricholeiochiton fagesii Guinard, avec nos collègues de l’ENGEES et du LIEC (LABAT et al., 2019).

  • Elder J.-F., Tanco J., Philippe Loncle, Moulet P. & Labat F., 2019. – Contribution à la connaissance des hétéroptères aquatiques et  semi-aquatiques de la Communauté autonome d’Aragon, Espagne   (Insecta, Heteroptera, Gerromorpha et Nepomorpha). Boletín de la Sociedad Entomológica Aragonesa, 65 : 296‑300.
  • Fontan B., Brulin M. & Masselot G., 1999. – Redécouverte de Neopephemera maxima (Joly, 1870) pour la France [Ephemeroptera : Neoephemeridae]. Ephemera, 1 (1) : 31‑34.

  • Labat F., 2019a. – Note sur les invertébrés aquatiques récoltés dans 4 cours d’eau de Hong Kong. Arvernsis, 87‑88 : 3‑31.
  •  –––., 2019b. – Le macrobenthos du bassin de la Dordogne. 5ème note : la rivière Dordogne, répartition des Coléoptères aquatiques [Coleoptera] - précisions sur la répartition nationale de quelques espèces. Bulletin de la Société Linnéenne de Bordeaux, 154 (3/4) : 299‑313.
  • Labat F., Auzeric E., Courte M., Fernandez N., Gaillard D., Grac C., Lambert J., Meyer A., Moreau A., Poujardieu B. & Tarozzi N., 2019. – Nouvelles localités de Tricholeiochiton fagesii (Guinard, 1879) en France [Trichoptera, Hydroptilidae]. Ephemera, 20 (2) : 107‑112.
  • Labat F., Gréaume C., Santos L. & Zeiller R., in prep. – Dam impact in a sandy river :  limits of standardized methods and interest of Chironomid communities.

  • Labat F., 2017. – Note sur l’identification rapide des individus immatures et matures de Naucoris maculatus Fabricius, 1798 et d’Ilyocoris cimicoides (Linnaeus, 1758) (Hemiptera, Naucoridae). Bulletin de la Société Linnéenne de Bordeaux, 45 (4) : 440‑442.

    Les 16 publications parues sont disponibles sur demande : contact@aquabio-conseil.com.

Identifier rapidement et à faible coût les espèces présentes dans un simple échantillon d’eau ou de sédiment en se passant de loupe ou microscope : telle est la promesse de l’ADN environnemental (ADNe), dont les développements récents annoncent une révolution dans le domaine de l’hydrobiologie. Le metabarcoding génétique a notamment supplanté les analyses morphologiques de diatomées en Angleterre depuis 2018 et y sera aussi utilisé pour la caractérisation de l’ichtyofaune des plans d’eau.


Les promesses de l’ADNe sont nombreuses : meilleure réactivité, faible coût, identification taxonomique plus précise et non invasive, plus grande intégration spatiale et temporelle. Ces méthodes pourraient permettre de mieux détecter des espèces rares ou invasives, d’analyser des milieux ou des organismes échappant à la méthode morphologique ou d’élaborer des indicateurs de fonctions métaboliques ou écologiques.

Cependant l’ADNe souffre de certains biais qui freinent son émergence : contaminations, faux positifs, hétérogénéité entre les méthodes des différents laboratoires et absence de maîtrise des limites de détection et de la reproductibilité.

D’autres facteurs tels que le manque de connaissance sur le devenir de l’ADN dans l’eau ou sur les facteurs de contrôles biologiques et environnementaux, l’absence de donnée d’abondance ou de biomasse et les lacunes des banque de donnée génétiques sont également des freins à l’implémentation de l’ADNe. Il résulte que les différents acteurs de la qualité de l’eau ont encore besoin de gagner en expertise sur cette technologie aux changements fréquents et rapides pour permettre son intégration dans la législation.

Au travers de partenariats avec l’INRAE, Spygen ou ID Gene, Aquabio participe à l’émergence des analyses hydrobiologiques de demain. Nous sommes convaincus que l’expertise taxonomique est indissociable de la biologie moléculaire et de la bio-informatique pour réunir ADNe et bioindication de qualité. Nous nous sommes engagés dès 2016 au côté des organismes de recherche, administrations et gestionnaires :

  • 2016 -2017 : Projet AFB/INRA Bioindication diatomées : comparaison microscopie / barcoding ADN.

  • 2017 - 2020 : Réseau européen DNAqua-Net sur la mise en œuvre de méthodes de bioindication génétique dans la Directive Cadre sur l'Eau (DCE).

  • 2017 : Séminaire AFB sur l’ADN environnemental.

  • 2019 : Programme SYNAQUA - Séminaire de réflexion sur le déploiement des outils ADN pour la bio-indication.

  • 2019 : AFNOR - journée technique "Les outils ADNe appliqués à la surveillance de l’état et de la biodiversité des milieux aquatiques".

Aquabio est également impliqué dans la normalisation de l’ADNe en tant qu’expert technique du working group 28 sur l’ADNe au sein du Comité Européen de Normalisation et en tant que membre du la commission AFNOR T95F.

Notre investissement se poursuivra au travers de projets de recherche (ITN MArie Curie), de formation (métabarcoding diatomées), de séminaires (comité ECOSTAT de la DCE) et de conférences (DNAqua-Net).

Pour en savoir plus :


Une exigence de la Directive Cadre Européenne

Une directive cadre européenne de 2008 (modifiée en 2013) établit des normes de qualité environnementale (NQE) pour la surveillance des polluants prioritaires dans les milieux aquatiques. Il s’agit de rechercher les polluants bioaccumulés dans les organismes aquatiques (poissons et invertébrés).

Deux approches peuvent être utilisées :

  • les approches passives s'appuient sur le prélèvement ou la collecte d’organismes autochtones sur la station de mesure. Elle permettent de vérifier la conformité des biotes prélevés vis-à-vis de NQE (Normes de Qualité Environnementales) applicables dans cette matrice et d’évaluer un risque envers les prédateurs supérieurs et/ou l’Homme par l’ingestion de proies/produits de la pêche contaminés

  • les approches actives reposent sur la transplantation, par encagement, d’organismes provenant d’une population source de référence. Elles permettent d’améliorer la comparabilité des résultats et de fiabiliser leur interprétation en termes de tendances.

La France a décidé de suivre les deux approches : collecte de chair de poisson pour l’approche passive, et encagement de gammares pour l’approche active.

Une méthode issue de la recherche

La méthode d’encagement de gammares est issue de 10 années de recherche d’IRSTEA. Elle est développée par la société BIOMAE (Spinoff du laboratoire d’écotoxicologie d’IRSTEA), et a fait l’objet de tests à grande échelle en partenariat avec Aquabio qui a pu apporter son expérience de terrain. La méthode, en cours de normalisation, prévoit plusieurs étapes :















Figure 1 : Du prélèvement des gammares jusqu’à l’exposition in situ dans les cours d’eau (Biomae)

  1. Prélèvement de gammares dans une station de référence ou une population source : BIOMAE possède une ancienne cressonnière dans laquelle il assure l’élevage d’une population homogène. Deux espèces peuvent être utilisées : Gammarus pulex et Gammarus fossarum.

  2. Stabulation et calibration en laboratoire. Les organismes sont maintenus pendant 7 jours dans des conditions contrôlées pour la température, la conductivité, l’oxygène, l’alimentation et photopériode. Puis une sélection des individus est opéré pour obtenir des mâles d’une taille et d’un poids homogène.

  3. Encagement pendant 21 jours dans le milieu. Les individus calibrés sont introduits dans des cages ajourées permettant les échanges avec le milieu, puis acheminés sur la station de mesure dans des conditions ambiantes contrôlées (température, oxygène dissous). Ils sont déposés dans une zone profonde et lotique, pendant 21 jours.
    A la fin de la durée d’exposition, ils sont réacheminés vers le laboratoire en les maintenant dans l’eau issue de la rivière.

  4. Conditionnement avant analyses. Au laboratoire, les individus morts ou moribonds sont comptabilisés et retirés. Les gammares survivants sont congelés et envoyés au laboratoire d’analyse pour recherche des contaminants métalliques et organiques.

    Les concentrations biodisponibles brutes des 250 molécules obtenues peuvent ensuite être interprétées en fonction du niveau de contamination par rapport à un référentiel Irstea / Biomae construit au niveau français ou du niveau de contamination par rapport aux NQE fixées par l’Union Européenne.

Une méthode aux applications multiples

Le même bioessai peut également être utilisé, au-delà de la DCE, pour évaluer la biotoxicité dans le cadre de suivi en milieu naturel : amont-aval rejet industriel , amont-aval déversoir d’orages, avant-après une interaction sur le milieu naturel (lâcher de barrage, travaux, etc.).
D'autres bioessais sont également pratiqués par Biomae pour évaluer le niveau de toxicité de l’ensemble des micropolluants présents dans le milieu récepteur par implémentation (alimentation, neurotoxicité, reprotoxicité et perturbation endocrine).

----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Conseil d'expert
La bioaccumulation est l'absorption de substances chimiques, présentes dans l'environnement, et leur concentration dans certains tissus par les organismes. La biodisponibilité désigne la fraction d'une substance ayant la possibilité d'être absorbée et d'être utilisée par le métabolisme d'un organisme vivant.
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Pour aller plus loin...
- Téléchargez la Note technique du 26 décembre 2017 relative à la mise en œuvre du suivi des substances de l’état chimique des eaux de surface dans le biote dans le cadre de la directive cadre sur l’eau conformément à la directive 2013/39/UE du Parlement européen et du Conseil du 12 août 2013
- Site internet BIOMAE


Contacts
Laurent Viviani (Co-fondateur Biomae) - laurent.viviani@biomae.fr
Bruno Fontan (Directeur Technique d'Aquabio et membre commission AFNOR T95E Biosurveillance de l'environnement ) - bruno.fontan@aquabio-conseil.com



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